現(xiàn)在已知在高光化光水平下約30%的熒光NPQ（非光化學淬滅）是由qM（葉綠體遷移）引起的。植物在強烈的白光或強烈的藍光照射后，就會發(fā)生葉綠體遷移，而強烈的紅光并不會導致葉綠體遷移發(fā)生。(Cazzaniga 2013)。
是什么原因導致非光化學淬滅(NPQ)熒光弛豫變化大于幾分鐘小于三十五分鐘？它是狀態(tài)轉換qT、慢速葉黃素循環(huán)機制qZ引起的？還是由葉綠體遷移qM引起的呢？最新研究數(shù)據(jù)表明，在高光照水平或接近飽和的光照條件下，葉綠體遷移是導致熒光變化和淬滅弛豫的主要原因。由于qM占NPQ非光化學淬滅的30%，因此，它成為大多數(shù)葉綠素熒光測量參數(shù)和協(xié)議的游戲規(guī)則改變者。該研究影響用于測量高光照條件下的大多數(shù)光適應參數(shù)的光化光源的類型，暗適應的推薦時間，以及在高光照條件下達到穩(wěn)態(tài)光合作用所需的時間。
研究已經(jīng)表明，當植物從暗適應狀態(tài)變?yōu)楦吖庹账交驈母吖庹者m應狀態(tài)變?yōu)榘颠m應狀態(tài)時，非光化學淬滅NPQ的葉綠素熒光測量涉及三種基本機制：qE、qT和qI。qE是由類囊體腔的△pH和葉黃素循環(huán)引起的光系統(tǒng)II的快速光保護調節(jié)。一般需要幾秒到幾分鐘調整，而且在野外植物中往往時間更長（Baker 2008, Murchie 2011, Nilkens 2010）。qT是由狀態(tài)轉換引起的，可能需要長達十五或二十分鐘。花費更長時間的變化與qI（光抑制）有關?，F(xiàn)在有顯著證據(jù)表明，在淬滅弛豫測量中以qT測量的熒光變化可能是由于其他葉綠體遷移引起的，至少在高光化光條件下許多陸地植物中是這樣的。
qT狀態(tài)轉換——經(jīng)典觀點：
根據(jù)經(jīng)典的狀態(tài)轉換理論，狀態(tài)轉換被認為是一種低光照水平下的生存機制，它允許光系統(tǒng)II和光系統(tǒng)I之間的光平衡。認為LHCII天線三聚體，或外圍磷酸化采光復合物II天線，從PSII復合物遷移到PSI復合物。當它們彼此靠近或彼此相鄰時，就會從一個類囊體膜運動到另一個類囊體膜上。運動和反應發(fā)生在類囊體膜的基質側，允許LHCII天線用作PSI天線。當去磷酸化后，LHCII天線傾向于回到光系統(tǒng)II。在低光照條件下，更傾向于向PSI運動。LHCII磷酸化是在不同光質人工誘導狀態(tài)轉換下動態(tài)調節(jié)PSI/PSII激發(fā)的相對平衡的先決條件。然而，在富含光系統(tǒng)II的類囊體膜上，并沒有完整地觀察到該過程。
qT狀態(tài)轉換——最新的觀點：
沒有明確的證據(jù)支持LHCII（光捕獲復合物II天線）在基質暴露的富含PSII的類囊體膜中向PSI反應中心運動的說法。在這種情況下，LHCII磷酸化不會為PSI收集光能(Tikkanen 2012)。只有在grana類囊體膜的邊緣，LHCII天線的運動方式才符合磷酸化誘導狀態(tài)轉換的傳統(tǒng)觀點(Tikkanen 2008)。Tikkanen還指出，有大量證據(jù)表明，經(jīng)典的狀態(tài)轉換機制不是兩種光系統(tǒng)之間能量平衡的唯一方法。還有證據(jù)表明LHCII磷酸化可能通過未知的非光化學淬滅機制連接光系統(tǒng)II和光系統(tǒng)I之間的光平衡調節(jié)(Tikkanen 2012)，這不僅適用于光系統(tǒng)II還適用于光系統(tǒng)I (Tikkanen 2010)。另外還發(fā)現(xiàn)，當光強增加時，Psbs蛋白質被質子化，使LHCII天線成為光系統(tǒng)II的耗散狀態(tài)。(Li 2004, Tikkannen 2012)。在較低的光照水平下，LHCII活性恢復，光系統(tǒng)II活性增加。此外，磷酸化是由酶STN7和STN8激酶及其相反的磷酸酶控制，這些酶又由光強度嚴格控制。這些激酶功能與Psbs和葉黃素循環(huán)完全同步(Tikkanen 2012)。
qZ——由于未知的長期葉黃素循環(huán)機制
2010年，Nilkens和其他人使用NPQ擬南芥突變體確定在飽和光照條件下，qT狀態(tài)轉換對熒光變化和黑暗中的淬滅弛豫沒有顯著貢獻。 此外，還在中等光照下測試樣品，以排除qI（光抑制）對該熒光變化的貢獻。與qZ相關的變化在30分鐘內完成。在穩(wěn)態(tài)光照條件下，NPQ應分為qE、qZ和qI。
如其他研究所述，qE是在10秒至200秒間產(chǎn)生和弛豫的過程，取決于類囊體腔的△pH、Psbs蛋白和玉米黃質的形成。qE的較長部分從100秒到約200秒受到玉米黃質合成的限制。
根據(jù)Nilkens小組的說法，建議的qZ是在十到三十分鐘的時間范圍內開始的，Psbs不參與qZ，但完全依賴于玉米黃質的形成。弛豫取決于玉米黃質向紫黃質的再轉化。應該說，該小組發(fā)現(xiàn)了一個似乎與其他q Z結果相矛盾的樣本;然而，他們說這可能是由于大部分qE的遲緩弛豫造成的，而不是正常的中等程度熒光弛豫特征。實驗植物是玉米黃質缺乏突變體npql。
光抑制qI在三十分鐘后形成，取決于光照時間、強度和基因型。還發(fā)現(xiàn)狀態(tài)轉換qT在飽和光強下不是NPQ的重要貢獻者。
OS5p 提供穩(wěn)定的白光LED光化光源，包含強烈的藍光光譜。它可以使用lake和puddle模型協(xié)議直接讀出qE、qM、qZ、qT和qI。
qM——由于葉綠體遷移
Cazzaniga S, Osto L.D., Kong S-G., Wada M., Bassi R., (2013)使用多種方法，擬南芥突變體和野生擬南芥來確定熒光變化，這種熒光變化以前認為是由狀態(tài)轉換或持續(xù)時間較長的葉黃素循環(huán)過程導致的，其實是由葉綠體遷移引起的。他們發(fā)現(xiàn)，在高光照條件下，葉綠體從細胞頂部移動到細胞側面，部分遮蔽其他葉綠體。還發(fā)現(xiàn)，葉片透光率增加，因此葉片吸收率隨著葉綠體遷移而降低。該研究得出結論，qM的原因是光子吸收減少，導致熒光產(chǎn)量降低，而不屬于真正的淬滅過程。這被認為是保護葉片免受高光照水平影響的另一種行為。葉綠體遷移已經(jīng)被認識和研究有一段時間了，Brugnoli在1992年指出葉綠體遷移影響葉綠素熒光。Cazzaniga論文首次將葉綠體遷移命名為qT和qZ熒光變化的來源。
研究人員發(fā)現(xiàn)，高白光化光在誘導qM的光保護功能方面比高紅光化光更有效。葉綠體遷移受高強度藍光控制(Kagawa T. 2001)。分別選擇缺乏qE（npq4）的擬南芥突變體、缺乏qE和葉綠體遷移（npq4 photo2）的擬南芥突變體以及其他突變體進行了測試。此外，通過創(chuàng)建一系列雙重和三重突變體，使用有針對性的反向遺傳分析來消除其他競爭的可能性，其中包括影響葉綠素熒光的其他機制，包括：光合結構、類胡蘿卜素生物合成和作為qM的來源的狀態(tài)轉換。
關于qT被qZ取代，發(fā)現(xiàn)通過測試缺乏qE和玉米黃質的突變體，qM的大小沒有變化，但在黑暗中恢復的時間更長。植物在150umol光子 m-2s-1下生長，在400 umol光子 m-2s-1、800 umol光子 m-2s-1和1200 umol光子 m-2s-1下測試。對于某些突變體，qM的調整時間最長為35分鐘。
Cazzaniga S, Osto L.D., Kong S-G., Wada M., Bassi R., (2013)觀察到缺乏狀態(tài)轉換的stn7突變體，其NPQ測量結果非常類似于野生擬南芥。
下面是一篇已經(jīng)發(fā)表的關于葉綠體遷移的文章：
Dall'Osto L., Cazzaniga S., Wada M. and Bassi R. (2014) On the origin of a slowly reversible fluorescence decay component in the Arabidopsis npq4 mutant, Phil. Trans. R. Soc. B 2014 369, 20130221, published 3 March 2014,http://rstb.royalsocietypublishing.org/content/suppl/2014/02/25/rstb.2013.0221.DC1.html
結論及葉綠素熒光的影響：
對于許多光合生物，包括擬南芥，以qT熒光測量的狀態(tài)轉換的相關性是令人懷疑的。有證據(jù)表明，先前報道的淬滅弛豫試驗中qT的變化不是由于較高光強或飽和光強下的狀態(tài)轉變引起的。最新的證據(jù)表明葉綠體遷移和由此產(chǎn)生的光子吸收減少是光適應期間和淬滅弛豫期間熒光變化的來源，至少在雙子葉植物中是這樣的。
一些著名的研究人員發(fā)現(xiàn)，作為NPQ測量的一部分的中間成分機制，在所有光合生物中可能并不相同。在一些單子葉植物（玉米，大麥和水稻）中發(fā)現(xiàn)的狀態(tài)轉換中發(fā)現(xiàn)的磷酸化與NPQ調節(jié)之間可能存在某種關系。還有一些有力的證據(jù)表明，來自狀態(tài)轉變的qT熒光存在于綠藻萊茵衣藻（Chlamydomonas reinhardtii）中。 （DepègeN。，Bellafiore S.，Rochaix J-D。，2003）目前的研究可能會在這一領域提供一些額外的驚喜。
需要更高強度的白光化光源或高強度藍光化光源來恰當?shù)丶せ顀M以及qM占NPQ的約30%這些事實表明需要白光源或高強度藍光和紅光代替使用高強度紅光和低強度藍光化光。這項新的研究表明，當使用低強度藍光源進行葉綠素熒光測量時，可能存在顯著的測量誤差。ETR、Y(II)、NPQ、gm、Cc和qI都可能包含沒有使用可靠光源帶來的測量誤差。
這也可能改變適當?shù)陌颠m應測量所需的時間，以及在光適應條件下達到穩(wěn)定光合作用的時間。直到現(xiàn)在，Maxwell K， Johnson G. N，(2000)一直是研究在任何給定光照水平下達到可靠穩(wěn)態(tài)光合作用條件的最有價值的論文。它指出15 - 20分鐘作為20種野生陸地植物達到穩(wěn)態(tài)光合作用所需的時間。著名研究人員Lichtenthaler(1999)和Ruban(2009)給出qT淬滅弛豫所需的暗適應時間也是相同的15 - 20分鐘。來自Cazzaniga S, Osto L.D., Kong SG., Wada M., Bassi R., (2013)的新證據(jù)表明，暗適應時間和達到穩(wěn)態(tài)光照條件的時間應該延長，至少在較高的光照水平下需要這樣做。他們表明，葉綠體遷移需要20到35分鐘才能適應較高的光照水平，并且為了測量葉綠素熒光值在黑暗中弛豫也需要同樣的時間。大多數(shù)氣體交換協(xié)議傾向于使用“穩(wěn)態(tài)光合作用”這一術語來表示qE（葉黃素循環(huán)）的調整。但這仍需做進一步的考證。在高光化光照水平下，狀態(tài)轉換引起的變化都非常小，急性光抑制則是造成較大變化的原因?，F(xiàn)在葉綠體遷移取代了前兩種機制，成為產(chǎn)生變化的主要原因。如果不考慮葉綠體遷移，在高光化光水平下的氣體交換測量可能會產(chǎn)生非常顯著的測量誤差。
注：
♦OS5p 葉綠素熒光儀可以根據(jù)樣品和條件直接測量qE、qT、qM、qZ和qI的值。此外，iFL熒光光合聯(lián)用測量系統(tǒng)、
OS5p 、OS1p和Y(II)測量儀都內置有白光化光源，都可以使葉綠體遷移發(fā)生。
♦iFL還可以測量葉片吸收率，它可以用來證明由于葉綠體遷移發(fā)生，導致葉片吸收率的變化。
參考文獻：
Brugnoli E., Bjorkman O., (1992) “Chloroplast movements in leaves: Influence on chlorophyll fluorescence and measurements of light-induced absorbance changes related to ΔpH and zeaxanthin formation” Photosynthesis Research April 1992, Volume 32, Issue 1, pp 23-35
Cazzaniga S, Osto L.D., Kong S-G., Wada M., Bassi R., (2013) “Interaction between avoidance of photon absorption, excess energy dissipation and zeaxanthin synthesis against photooxidative stress in Arabidopsis”, The Plant Journal, Volume 76, Issue 4, pages 568–579, November 2013 DOI: 10.1111/tpj.12314
Dall'Osto L., Cazzaniga S., Wada M. and Bassi R. (2014) On the origin of a slowly reversible fluorescence decay component in the Arabidopsis npq4 mutant, Phil. Trans. R. Soc. B 2014 369, 20130221, published 3 March 2014, http://rstb.royalsocietypublishing.org/content/suppl/2014/02/25/rstb.2013.0221.DC1.html
Depège N., Bellafiore S., Rochaix J-D., (2003) Role of Chloroplast Protein Kinase Stt7 in LHCII Phosphorylation and State Transition in Chlamydomonas Science 7 March 2003 Vol. 299 no. 5612 pp. 1572-1575 DOI: 10.1126/science.1081397
Desk Top Plant Stress Guide [http://www.optisci.com www.optisci.com]
Hendrickson L., Furbank R., & Chow (2004) A simple alternative approach to assessing the fate of absorbed Light energy using chlorophyll fluorescence. Photosynthesis Research 82: 73-81
Kagawa T. , Sakai T., Suetsugu N., Oikawa K., Ishiguro S., Kato T., Tabata S., Okada K., Wada M., (2001) “Arabidopsis NPL1: A Phototropin Homolog Controlling the Chloroplast High-Light Avoidance Response”, Science 16 March 2001: Vol. 291 no. 5511 pp. 2138-2141 DOI:10.1126/science.291.5511.2138
Kramer D. M., Johnson G., Kiirats O., Edwards G. (2004) New fluorescence parameters for determination of QA redox state and excitation energy fluxes. Photosynthesis Research 79: 209-218
Lichtenthaler H. K., Burkart S., (1999) Photosynthesis and high light stress. Bulg. J. Plant Physiol., 1999, 25(3-4), 3-16
Maxwell K., Johnson G. N, (2000) Chlorophyll fluorescence – a practical guide. Journal of Experimental Botany Vol. 51, No. 345, pp. 659-668- April 2000
Lichtenthaler H. K., Babani F. (2004) Light Adaption and Senescence of the Photosynthetic Apparatus. Changes in Pigment Composition, Chlorophyll Fluorescence Parameters and Photosynthetic Activity. From Chapter 28, “Chlorophyll a Fluorescence a Signature of Photosynthesis”, edited by George Papaqeorgiou and Govindjee, published by Springer 2004, PO Box 17, 3300 AA Dordrecht, The Netherlands, page 716
Maai E., Shimada S., Yamada M.,, Sugiyama T., Miyake H., and Taniguchi M., (2011) The avoidance and aggregative movements of mesophyll chloroplasts in C4 monocots in response to blue light and abscisic acid Journal of Experimental Botany, Vol. 62, No. 9, pp. 3213–3221, 2011, doi:10.1093/jxb/err008 Advance Access publication 21 February, 2011
Maxwell K., Johnson G. N, (2000) Chlorophyll fluorescence – a practical guide. Journal of Experimental Botany Vol. 51, No. 345, pp. 659-668- April 2000
